Erlenmeyers

La fiole d'Erlenmeyer (synonyme de fiole d'agitation) a été développée en 1860 par Emil Erlenmeyer (1825–1909) - un chimiste allemand. C'est un récipient en verre avec un col qui se rétrécit vers le haut, contrairement à un bécher. Il est utilisé comme appareil de laboratoire. Pour une utilisation en laboratoire, il existe différentes versions de fiole conique, à col étroit (DIN 12380 / ISO 1773) et à col large (DIN 12385) avec bord perlé et échelle et, en fonction de l'application, également des flacons avec joint rodé standard (DIN EN ISO 4797), par exemple B. également pour les nébuliseurs ou les flacons avec indice d'iode avec et sans collier.

En raison du col conique, le risque que des liquides s'échappent de manière incontrôlable du ballon lors de l'ajout de substances, du tourbillon, de l'agitation ou de l'ébullition est nettement inférieur à celui des béchers.

Vous pouvez ainsi mélanger confortablement des liquides ou accélérer les processus de mise en solution par vortex ou agitation, même de manière relativement violente. Tout comme le ballon à fond rond, il convient également à l'agitateur magnétique, mais peut être placé directement grâce à son fond plat. (Le ballon à fond rond, par contre, nécessite un anneau de liège ou un trépied pour un support solide, ce dernier rendant plus difficile le balancement à la main ou le contrôle régulier en le tenant à la lumière.)

Les fioles Erlenmeyer à paroi mince ne doivent pas être exposées au vide, car il existe un risque d'implosion dû au fond plat. Une forme spéciale à paroi épaisse de la fiole conique est le biberon.

Les erlenmeyers sont principalement en verre (de nos jours principalement en verre borosilicaté), mais parfois aussi en différents plastiques tels que le polycarbonate, le polyéthylène téréphtalate copolyester (PETG), le polyméthylpentène, le polypropylène ou le polytétrafluoroéthylène (PTFE). Traditionnellement, les flacons sont fermés avec des bouchons pour éviter la contamination, mais il existe également des modèles avec des bouchons à vis. Les volumes varient de 25 à 10 000 ml Les flacons en verre sont chimiquement résistants aux solvants, aux acides forts ou aux solutions alcalines et peuvent être facilement nettoyés et autoclavés pour une utilisation multiple. Les pistons en plastique, selon le matériau utilisé, sont partiellement résistants aux solvants et autoclavables dans une mesure limitée et sont le plus couramment utilisés comme articles jetables.

Dans le passé, les Erlenmeyers à col large étaient également appelés singes à gueule.

Applications

Mélange: les liquides peuvent être mélangés dans le ballon par tourbillonnement ou agitation, les suspensions peuvent être maintenues stables ou les processus de dissolution peuvent être accélérés. Le fond plat garantit la stabilité des Erlenmeyers et peut être utilisé sur des agitateurs magnétiques pour mélanger les matériaux. La forme conique et le col rétréci réduisent le risque d'éclaboussures par rapport aux bonnets ouverts.
Chauffage: Les fioles Erlenmeyer en verre conviennent au chauffage de liquides.
Culture de micro-organismes: Des récipients de culture secoués mécaniquement sont utilisés pour cultiver des micro-organismes aérobies, les Erlenmeyers sont très appropriés pour cela. Le ballon rempli de la culture liquide est déplacé sur une machine à secouer pour maintenir les micro-organismes uniformément dans le liquide et pour favoriser les échanges gazeux entre la phase liquide et la phase gazeuse. La taille des flacons utilisés varie de millilitres à litres, selon l'application. Des chicanes (saillies vers l'intérieur) dans le ballon augmentent la turbulence dans le liquide lorsqu'il est secoué, favorisant ainsi l'échange gazeux entre la phase liquide et la phase gazeuse. Cela favorise l'apport d'oxygène et accélère ainsi la croissance des organismes cultivés. Ce type de culture est souvent utilisé avant que des cultures techniquement plus exigeantes ne soient effectuées dans le digesteur de laboratoire.

Apport d'oxygène dans les cultures de shake

Un apport suffisant d'une culture liquide avec de l'oxygène et un pH optimal sont des exigences de base pour tous les processus cellulaires. La concentration en oxygène dans les milieux liquides dépend de la quantité d'oxygène dissous dans le milieu, de la quantité d'oxygène dans la phase gazeuse au-dessus du milieu de culture et de la quantité de bulles de gaz dans le milieu. Pour l'efficacité de l'apport d'oxygène (coefficient de transfert de masse lié au volume, synonyme de valeur kLa) dans le récipient de culture, la taille des bulles de gaz formées par les mouvements de mélange est d'une importance décisive. Pour réduire le moussage, dans certains cas, des agents anti-moussants ont été ajoutés, entraînant une réduction significative de la valeur kLa. Les bouchons traditionnels et la longueur du goulot de la bouteille réduisent également l'apport d'oxygène à la culture liquide. En revanche, les flacons coniques à chicanes augmentent à la fois le mélange du liquide et la surface disponible pour le transfert d'oxygène à la limite air-liquide, conduisant ainsi à une meilleure alimentation en gaz des cellules.

La surveillance de l'approvisionnement en oxygène et d'autres paramètres environnementaux physico-chimiques (par exemple la valeur du pH, la concentration de dioxyde de carbone dissous) dans les bouteilles à agitation est particulièrement importante dans la technologie des bioprocédés pour maintenir constantes les conditions de vie dans la culture liquide. En plus des méthodes chimiques et électrochimiques classiques pour déterminer la concentration en oxygène, les techniques basées sur la luminescence sont de plus en plus utilisées aujourd'hui. L'avantage de ces méthodes de mesure optique est qu'aucun oxygène n'est consommé dans le milieu, la mesure est indépendante de la valeur du pH et de la force ionique [8] et même plusieurs paramètres métaboliques peuvent être déterminés en parallèle dans des conditions aseptiques sans prélèvement. Grâce à ce contrôle en ligne, les concentrations de paramètres de processus critiques dans les cultures liquides peuvent être détectées et corrigées en temps opportun en changeant le milieu ou en traitant la culture.

Pour une bonne aération et un bon mélange de la culture liquide, la rotation du liquide "en phase" est également importante, i. H. le mouvement synchrone avec le mouvement de secousse du plateau. La culture agitée peut devenir "déphasée" dans certaines conditions. Le liquide claque sur le fond du piston de manière incontrôlée, ce qui entraîne un mauvais mélange, un transfert gaz-liquide réduit et moins de puissance absorbée. Le principal facteur qui provoque le déphasage d'une culture liquide est la viscosité du milieu. De petits diamètres d'agitation, de faibles niveaux de remplissage et de nombreux et / ou grands chicanes favorisent également le changement d'état.